Durante el proceso practico debemos realizar nuestra bitácora de actividades elaborando el una hoja cuadriculada, para asignar cada una de las actividades enumeradas llevando su secuencia en tiempos y en la cual debemos anotar fechas de trabajos realizados.
También debemos realizar nuestra bitácora en base al mantenimiento y prevención de nuestros equipos y elaboramos esta hoja.
Observación macroscópica de cajas petri
Materiales
1 Solicitar las cajas petri ya con medio de cultivo elaborado
2 vernier o pie de Rey (estudiarlo)
3 4 torundas de algodón seco, Torundas de algodón alcolisadas.
4 Registrar observaciones en cajas petri
5 2 mecheros de bunsen
Desarrollo
1 Se depositan las cajas petri en mesa de laboratorio, para su observación, previamente con la mesa vestida de blanco.
2 Observamos de forma macroscópica los crecimientos de microorganismos, en medio de cultivo, anotando colores , olores, dimensión, desde la mas pequeña a lo mas grande, para ello ocupamos hablar la caja en nuestro campo de esterilización a base de los 2 mecheros.
3 Para poder medir las colonias de microorganismos utilizaremos una herramienta de medición denominada vernier, medimos y anotamos con su respectivo grafico.
Nota
Para poder realizar todos los trabajos en borrador y que sus gráficos sean presentes debemos tener colores o bicolores y para poderlo subir al blog debemos tomar sus gráficos con cámara fotográfica.
4 Cada grafico debe llevar pie de grafico o pie de foto “donde nos indica la información de lo que estamos plasmando”
miércoles, 10 de junio de 2009
Practica No.3
Practica #3 Siembra
Materiales
1 Asa bacteriológica o Asa de platino
2 Baso de precipitado con Agua destilada (15 a 20 ml)
3 Mecheros de bunsen (2)
4 Cajas petri con medio de cultivo Elaborado
5 papeles para cubrir mesa de laboratorio
6 maskin tape para etiquetar caja petri
7 jeringa desechable (5ml)
8 torniquetes, torundas de alcohol alcolizadas
9 tubos de ensaye, tapón color rojo
10 centrifuga
11 tubo cónico para orina
12 cubre objeto y porta objetos
Muestras de productos de desecho.
1 Toma de muestra-sangre fresca 2.5 ml se deposita en tubo con tapa rojo.
2 Orina
3 Muestra de cavidad oral de espacios interdentales (saliva)(hisopos)
4 Agua preparada en la calle (horchata, Jamaica)
5 Raspado interdigital con porta objeto (2x)
Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contienen las cajas petri, siendo este solido.
Se utiliza el asa bacteriológico, pasándola por el mechero y al ponerse al rojo vivo este queda esterilizada. Una vez esterilizado el Asa se toma una pequeña gota de agua destilada y se pasa a tomar la muestra de desecho que se pretende sembrar esto es en los materiales de preferencia sólidos.
Para los materiales líquidos, solo se esteriliza y el producto se aplica en la caja petri realizando una siembra en forma de estrías de los 7 tipos mostrando en el pizarrón.Para poder sembrar una muestra de cavidad oral en espacios interdental se requiere de un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente en su cavidad oral y se aplica en caja petri en forma estriado.
Dentro de los siguientes modelos de siembra anterior mente dados uno de ellos requiere varilla de cristal para poder sembrar el producto cual se le da el nombre de siembra por dispersión.
Las cajas petri sembradas se deben depositar en la estufa de incubación a 37* centígrados.
Materiales
1 Asa bacteriológica o Asa de platino
2 Baso de precipitado con Agua destilada (15 a 20 ml)
3 Mecheros de bunsen (2)
4 Cajas petri con medio de cultivo Elaborado
5 papeles para cubrir mesa de laboratorio
6 maskin tape para etiquetar caja petri
7 jeringa desechable (5ml)
8 torniquetes, torundas de alcohol alcolizadas
9 tubos de ensaye, tapón color rojo
10 centrifuga
11 tubo cónico para orina
12 cubre objeto y porta objetos
Muestras de productos de desecho.
1 Toma de muestra-sangre fresca 2.5 ml se deposita en tubo con tapa rojo.
2 Orina
3 Muestra de cavidad oral de espacios interdentales (saliva)(hisopos)
4 Agua preparada en la calle (horchata, Jamaica)
5 Raspado interdigital con porta objeto (2x)
Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contienen las cajas petri, siendo este solido.
Se utiliza el asa bacteriológico, pasándola por el mechero y al ponerse al rojo vivo este queda esterilizada. Una vez esterilizado el Asa se toma una pequeña gota de agua destilada y se pasa a tomar la muestra de desecho que se pretende sembrar esto es en los materiales de preferencia sólidos.
Para los materiales líquidos, solo se esteriliza y el producto se aplica en la caja petri realizando una siembra en forma de estrías de los 7 tipos mostrando en el pizarrón.Para poder sembrar una muestra de cavidad oral en espacios interdental se requiere de un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente en su cavidad oral y se aplica en caja petri en forma estriado.
Dentro de los siguientes modelos de siembra anterior mente dados uno de ellos requiere varilla de cristal para poder sembrar el producto cual se le da el nombre de siembra por dispersión.
Las cajas petri sembradas se deben depositar en la estufa de incubación a 37* centígrados.
Practica No.2
Técnica de Esterilización en el Auto Clave (calor húmedo)
Se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120* centígrados durante 20 minutos, una ves terminad ala esterilización se deja enfriar el producto, se libera del Autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petri.
Para el baseado en cajas petri se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libere del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petri.
Se utiliza baso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del baso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se bacía en la caja petri, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, asta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.
Ya estando solido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador.
Conclusiones de la práctica.
Bibliografía-
ficha bibliográfica
Glosario.
Se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120* centígrados durante 20 minutos, una ves terminad ala esterilización se deja enfriar el producto, se libera del Autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petri.
Para el baseado en cajas petri se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libere del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petri.
Se utiliza baso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del baso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se bacía en la caja petri, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, asta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.
Ya estando solido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador.
Conclusiones de la práctica.
Bibliografía-
ficha bibliográfica
Glosario.
Practica No.1
MEDIO DE CULTIVO (REACTIVO)
Pre analítica
1 Objetivo (realizar por el alumno)
2 Introducción
3 Indicé
4 Materiales
5 Instrucciones:
1 Llegar puntualmente al Laboratorio.
2 Disponer de equipo de Bioseguridad para realizar trabajo de Laboratorio (5 minutos)
3 Solicitar vale para materiales de Laboratorio y vestir mesa de Laboratorio con papel de color blanco para poder obtener un camo estéril , un alumno de los que están adentro de laboratorio para realizar la practica, debe de anotar en el pizarrón los materiales que se ocuparan en la misma.
4 Materiales para medio de cultivo:
Cristalería:
Matraz Erlenmeyer de 250 ml
Probeta graduada 250 ml
Baso de Precipitado 250m
Vidrio de reloj
Varilla de cristal o Agitador
Espátula
Peso y Medidas:
Balanza granataría
Materiales de Apoyo:
Utilizando técnica de Auto esterilización (autoclave)Mechero de punzel o mechero ficherTorundas de Algodón secas.Papel secante color gafeCinta masquintape color Gafe
Reactivos:Medios de cultivo
Indicaciones para el desarrollo del medio del Cultivo
1 Pesar el polvo del medio de cultivo utilizando el vidrio de reloj, realizando regla de 3. Solicitar al Laboratorio agua destilada dependiendo la cantidad de producto que se valla a agregar, el producto que vallamos a ocupar de cajas petri siendo un total de 7 cajas petri por mesa.
Una vez pesado el polvo de medio de cultivo se mescla en el contenido de agua que se tiene en el baso de precipitado. Para poder mesclar que no queden gránulos se utiliza una varilla de cristal para agitar con forme a las manecillas del reloj, asta que se disuelva el polvo en el agua.
Una vez que ya tenemos la mezcla echa dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el deposito del medio de cultivo.
NOTA: Las indicaciones del medio de cultivo o lo tiene en la etiqueta, se debe transcribir para conocer bien los datos.
2 Se le da el nombre de re hidratar al polvo con el agua y observando las indicaciones dadas se tomaran porcentajes requerido de polvo para la mezcla con el agua que se solicitan de acuerdo a las cajas petri que se vallan a preparar.
3 Después del reposo del producto se le da movimientos en votación de acuerdo de muñeca exponiéndolo al fuego de mechero, estos movimientos y exposición darán como resultados una ebullición ervord y se le dará desde momento que inicia la ebullición 1 minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.
Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz Erlenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente para quemaduras. Una vez terminado el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se tamponea con torundas de algodón se cubre con cinta masquen tape se etiqueta con registros del medio de cultivo, numero de mesa y la fecha de elaboración y hora.
4 Todos correrán (2,3) todos los integrantes se pondrán de acuerdo para el proceso de esterilización en el auto clave.
Que ya previamente prepararon al inicio de la práctica.
Pre analítica
1 Objetivo (realizar por el alumno)
2 Introducción
3 Indicé
4 Materiales
5 Instrucciones:
1 Llegar puntualmente al Laboratorio.
2 Disponer de equipo de Bioseguridad para realizar trabajo de Laboratorio (5 minutos)
3 Solicitar vale para materiales de Laboratorio y vestir mesa de Laboratorio con papel de color blanco para poder obtener un camo estéril , un alumno de los que están adentro de laboratorio para realizar la practica, debe de anotar en el pizarrón los materiales que se ocuparan en la misma.
4 Materiales para medio de cultivo:
Cristalería:
Matraz Erlenmeyer de 250 ml
Probeta graduada 250 ml
Baso de Precipitado 250m
Vidrio de reloj
Varilla de cristal o Agitador
Espátula
Peso y Medidas:
Balanza granataría
Materiales de Apoyo:
Utilizando técnica de Auto esterilización (autoclave)Mechero de punzel o mechero ficherTorundas de Algodón secas.Papel secante color gafeCinta masquintape color Gafe
Reactivos:Medios de cultivo
Indicaciones para el desarrollo del medio del Cultivo
1 Pesar el polvo del medio de cultivo utilizando el vidrio de reloj, realizando regla de 3. Solicitar al Laboratorio agua destilada dependiendo la cantidad de producto que se valla a agregar, el producto que vallamos a ocupar de cajas petri siendo un total de 7 cajas petri por mesa.
Una vez pesado el polvo de medio de cultivo se mescla en el contenido de agua que se tiene en el baso de precipitado. Para poder mesclar que no queden gránulos se utiliza una varilla de cristal para agitar con forme a las manecillas del reloj, asta que se disuelva el polvo en el agua.
Una vez que ya tenemos la mezcla echa dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el deposito del medio de cultivo.
NOTA: Las indicaciones del medio de cultivo o lo tiene en la etiqueta, se debe transcribir para conocer bien los datos.
2 Se le da el nombre de re hidratar al polvo con el agua y observando las indicaciones dadas se tomaran porcentajes requerido de polvo para la mezcla con el agua que se solicitan de acuerdo a las cajas petri que se vallan a preparar.
3 Después del reposo del producto se le da movimientos en votación de acuerdo de muñeca exponiéndolo al fuego de mechero, estos movimientos y exposición darán como resultados una ebullición ervord y se le dará desde momento que inicia la ebullición 1 minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.
Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz Erlenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente para quemaduras. Una vez terminado el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se tamponea con torundas de algodón se cubre con cinta masquen tape se etiqueta con registros del medio de cultivo, numero de mesa y la fecha de elaboración y hora.
4 Todos correrán (2,3) todos los integrantes se pondrán de acuerdo para el proceso de esterilización en el auto clave.
Que ya previamente prepararon al inicio de la práctica.
Heterobacterias
Heterobacterias
COCOS: tiene forma mas o menos esfericasDiplococo: estos cocos se dividen en un solo plano formando parejas, y dan la impresion de un grano de cafe, entre estos podemos citar a los meningococos y gonococos.
Los cocos se dividen en :
DIPLOCOCOS : son paresESTREPTOCOCOS: en cadena
ESTAFILOCOCOS: en racimo
TETRADAS: en numero de 4
SARCINAS: en paquetes
DIPLOCOCOS : Son un conjunto de bacterias que se caracterizan por ser cocos asociados formando parejas .
ESTREPTOCOCOS: Estas bacterias crecen en cadenas o pares donde cada division celular ocurre a lo largo de un eje.
ESTAFILOCOCOS: Los estafilococos crecen facilmente sobre casi todos los medios bacteriologicos, en condiciones aerobicas se da el mejor crecimiento.
BACILOS
Bacilos Gram Positivos : fijan el violeta de genciana en la pared celular porque carecen de capa de lipopolisacarido.
Bacilos Gram Negativos :no fijan el violeta de genciana porque possen la capa de lipopolisacarido.
COCOS: tiene forma mas o menos esfericasDiplococo: estos cocos se dividen en un solo plano formando parejas, y dan la impresion de un grano de cafe, entre estos podemos citar a los meningococos y gonococos.
Los cocos se dividen en :
DIPLOCOCOS : son paresESTREPTOCOCOS: en cadena
ESTAFILOCOCOS: en racimo
TETRADAS: en numero de 4
SARCINAS: en paquetes
DIPLOCOCOS : Son un conjunto de bacterias que se caracterizan por ser cocos asociados formando parejas .
ESTREPTOCOCOS: Estas bacterias crecen en cadenas o pares donde cada division celular ocurre a lo largo de un eje.
ESTAFILOCOCOS: Los estafilococos crecen facilmente sobre casi todos los medios bacteriologicos, en condiciones aerobicas se da el mejor crecimiento.
BACILOS
Bacilos Gram Positivos : fijan el violeta de genciana en la pared celular porque carecen de capa de lipopolisacarido.
Bacilos Gram Negativos :no fijan el violeta de genciana porque possen la capa de lipopolisacarido.
Tincion de GRAM + o -
Tinción de Gram
La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencialempleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándoseBacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.
La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencialempleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándoseBacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa.
Frotis
Frotis
Se le denomina frotis a la extension que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo mas posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparacion es muy dificil obtener una imagen clara y nitida.
Un frotis de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Se le denomina frotis a la extension que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo mas posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparacion es muy dificil obtener una imagen clara y nitida.
Un frotis de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Aglutinacion
AGLUTINACION.
Fenómeno natural referente a los glóbulos rojos, pero igualmente a los glóbulos blancos y a las plaquetas, que se produce cuando los anticuerpos (véase esta palabra) presentes en el plasma se unen a antígenos transportados por estas células sanguíneas (la aglutinación puede también producirse con bacteria sometidas a la acción de anticuerpos). Se trata, pues, de un proceso a la vez inmunológico _reacción antígeno-anticuerpo _ y físico _ modificación del medio _. Se puede observar generalmente a simple vista cuando se trata de la aglutinación de glóbulos rojos. Bajo la acción de los anticuerpos se ven aparecer "pilas" de hematíes en diferente número y tamaño que se denominan aglutinados.En el laboratorio de los centros de Transfusión la reacción de aglutinación se utiliza diariamente para determinar los grupos sanguíneos en los sistemas ABO y Rh. Las máquinas automáticas los utilizan igualmente. La aglutinación de los glóbulos rojos fue usada por Karl Landsteiner en 1900 permitiéndole descubrir los tres primeros grupos del sistema ABO (A, B y O). La aglutinación de los glóbulos blancos permitió a Jean Dausset descubrir en 1958 el primer antígeno HLA, que recibió la denominación de Hu 1.
Fenómeno natural referente a los glóbulos rojos, pero igualmente a los glóbulos blancos y a las plaquetas, que se produce cuando los anticuerpos (véase esta palabra) presentes en el plasma se unen a antígenos transportados por estas células sanguíneas (la aglutinación puede también producirse con bacteria sometidas a la acción de anticuerpos). Se trata, pues, de un proceso a la vez inmunológico _reacción antígeno-anticuerpo _ y físico _ modificación del medio _. Se puede observar generalmente a simple vista cuando se trata de la aglutinación de glóbulos rojos. Bajo la acción de los anticuerpos se ven aparecer "pilas" de hematíes en diferente número y tamaño que se denominan aglutinados.En el laboratorio de los centros de Transfusión la reacción de aglutinación se utiliza diariamente para determinar los grupos sanguíneos en los sistemas ABO y Rh. Las máquinas automáticas los utilizan igualmente. La aglutinación de los glóbulos rojos fue usada por Karl Landsteiner en 1900 permitiéndole descubrir los tres primeros grupos del sistema ABO (A, B y O). La aglutinación de los glóbulos blancos permitió a Jean Dausset descubrir en 1958 el primer antígeno HLA, que recibió la denominación de Hu 1.
martes, 19 de mayo de 2009
cARACTERISTICAS MORFOLOGICAS Y COLONIALES DE MICROORGANISMOS.
ACTIVIDAD 5
PARAMECIUM:
Características morfológicas:
Carecen de flagelos, pero los cilios son muy abundantes y recubren toda su superficie. A ellos les corresponde proporcionar movimiento al organismo. La membrana externa absorbe y expulsa regularmente el agua del exterior con el fin de controlar la osmorregulación, proceso dirigido por dos vacuolas contráctiles.el citostoma situada a todo lo largo del paramecio,conduce a una citofaringe antes de que el alimento pase al interior de este protozoo. Los desechos se expulsan por exocitosis, mediante vacuolas de secreción que se originan a partir de las digestivas.Se reproducen asexualmente.
Características coloniales:
común en las aguas dulces que contienen restos vegetales es putrefacción.
ECSCHERICHIA COLI:
Características morfológicas:
Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo. Además produce vitaminas B y K. Es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa.
Características coloniales:
Es capaz de formar con una fina película colonias encapsuladas como microampolletas que son capaces de resistir los antibióticos y a la inflamación.
SALMONELLA.
Características morfológica.,
Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Caracteristicas coloniales:
Inocular en superficie por estría a partir de un medio de enriquecimiento selectivo utilizado para la detección de Salmonella.
BRUCELLA.
Características morfológicas:
Son Gram-negativas en forma de vara de bacterias que no tienen flagelos o pili, ni crear cápsula limo, no produce esporas. Esta bacterias realiza la respiración aeróbica o anaeróbica, ya que es una bacteria facultativa, las bacterias pueden crecer con o sin oxígeno.
Características coloniales:
No son pigmentadas y no hemolíticas.
PROTEUS.
Características morfológicas;
La estructura antigénica está compuesta por antígeno somático O, flagelar H y superficial K. El antígeno flagelar H contribuye a la capacidad invasora de las vías urinarias. La variante X del antígeno somático O está presente en algunas cepas.
Características coloniales:
Crecen en medios corrientes y moderadamente selectivos a temperatura corporal de 37ºC.
TAXONOMICO: se emplea el término para designar a la taxonomía biológica, la ciencia de ordenar a los organismos en un sistema de clasificación compuesto por una jerarquía de taxones anidados.
Fichas taxonómicas:
PROTEUS:
Dominio:Bacteria
Filo:Proteobacteria.
Clase:GammaProteobacteria.
Orden:Enterobacteriales.
Familia:Enterobacteriaceae.
Género:Proteus.
PARAMECIUM.
Reino:Protista.
Filo:Ciliophora.
Clase:Oligohymenophorea.
Orden:Peniculida.
Familia:Parameciidae.
Género:Paramecium.
ESCHERICHIA COLI.
Reino:Bacteria.
Filo:Proteobacteria.
Clase:Gamma Proteobacteria.
Orden:Enterobacteriales.
Familia:Enterobacteriaceae.
Género:Escherichia.
SALMONELLA.
Reino:Bacteria.
Filo:Proteobacteria.
Clase:Gamma Proteobacteria.
Orden:Enterobacteriales.
Familia:Enterobacteriaceae.
Género:Salmonella.
BRUCELLA.
Dominio:Bacteria.
Filo:Proteobacteria.
Clase:Proteobacteria alfa.
Orden:Rhizobiales.
Familia:Brucellaceae.
Género:Brucella
PARAMECIUM:
Características morfológicas:
Carecen de flagelos, pero los cilios son muy abundantes y recubren toda su superficie. A ellos les corresponde proporcionar movimiento al organismo. La membrana externa absorbe y expulsa regularmente el agua del exterior con el fin de controlar la osmorregulación, proceso dirigido por dos vacuolas contráctiles.el citostoma situada a todo lo largo del paramecio,conduce a una citofaringe antes de que el alimento pase al interior de este protozoo. Los desechos se expulsan por exocitosis, mediante vacuolas de secreción que se originan a partir de las digestivas.Se reproducen asexualmente.
Características coloniales:
común en las aguas dulces que contienen restos vegetales es putrefacción.
ECSCHERICHIA COLI:
Características morfológicas:
Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo. Además produce vitaminas B y K. Es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa.
Características coloniales:
Es capaz de formar con una fina película colonias encapsuladas como microampolletas que son capaces de resistir los antibióticos y a la inflamación.
SALMONELLA.
Características morfológica.,
Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Caracteristicas coloniales:
Inocular en superficie por estría a partir de un medio de enriquecimiento selectivo utilizado para la detección de Salmonella.
BRUCELLA.
Características morfológicas:
Son Gram-negativas en forma de vara de bacterias que no tienen flagelos o pili, ni crear cápsula limo, no produce esporas. Esta bacterias realiza la respiración aeróbica o anaeróbica, ya que es una bacteria facultativa, las bacterias pueden crecer con o sin oxígeno.
Características coloniales:
No son pigmentadas y no hemolíticas.
PROTEUS.
Características morfológicas;
La estructura antigénica está compuesta por antígeno somático O, flagelar H y superficial K. El antígeno flagelar H contribuye a la capacidad invasora de las vías urinarias. La variante X del antígeno somático O está presente en algunas cepas.
Características coloniales:
Crecen en medios corrientes y moderadamente selectivos a temperatura corporal de 37ºC.
TAXONOMICO: se emplea el término para designar a la taxonomía biológica, la ciencia de ordenar a los organismos en un sistema de clasificación compuesto por una jerarquía de taxones anidados.
Fichas taxonómicas:
PROTEUS:
Dominio:Bacteria
Filo:Proteobacteria.
Clase:GammaProteobacteria.
Orden:Enterobacteriales.
Familia:Enterobacteriaceae.
Género:Proteus.
PARAMECIUM.
Reino:Protista.
Filo:Ciliophora.
Clase:Oligohymenophorea.
Orden:Peniculida.
Familia:Parameciidae.
Género:Paramecium.
ESCHERICHIA COLI.
Reino:Bacteria.
Filo:Proteobacteria.
Clase:Gamma Proteobacteria.
Orden:Enterobacteriales.
Familia:Enterobacteriaceae.
Género:Escherichia.
SALMONELLA.
Reino:Bacteria.
Filo:Proteobacteria.
Clase:Gamma Proteobacteria.
Orden:Enterobacteriales.
Familia:Enterobacteriaceae.
Género:Salmonella.
BRUCELLA.
Dominio:Bacteria.
Filo:Proteobacteria.
Clase:Proteobacteria alfa.
Orden:Rhizobiales.
Familia:Brucellaceae.
Género:Brucella
Practica N0. 1 Medios de cultivo. 14/05/09
Practica 1 MEDIO DE CULTIVO (reactivo)
1 objetivo realizado por el alumno
2 introducción
3 índice
4 materiales
5 instrucciones
Instrucciones
1 llegar puntualmente al laboratorio, disponer de equipo de bioseguridad para realizar trabajo del laboratorio (5 minutos para cambiarnos).
2 solicitar vale para materiales del laboratorio, vestir mesa del laboratorio con papel blanco para mantener un campo estéril.
3 Un alumno de los que estén dentro del laboratorio para realizar la práctica debe de anotar en el pizarrón los materiales que se ocuparan en la misma.
4 MATERIALES PARA MEDIO DE CULTIVO
Cristalería.
Matraz erlenmeyer de 250 ml
Vaso de precipitado de 250 ml
Probeta graduada de 100 ml
Vaso de precipitado de 50 ml
Vidrio de reloj
Varilla de cristal o agitador.
Espátula
PESOS Y MEDIDAS.
Balanza granataria.
MATERIALES DE APOYO.
Autoclave (técnica de esterilización).
Mechero de bunsen o mechero de Fisher.
Torundas de algodón secas.
Papel secante de color café.
Cinta maskintape de color café.
Agua destilada.
INDICACIONES PARA EL DESARROLLO DEL MEDIO DE CULTIVO.
1 pesar el polvo de medio de cultivo utilizando el vidrio de reloj, realizando la regla de tres.
2 solicitar al laboratorio agua destilada dependiendo la cantidad del producto que se valla a ocupar en cajas petri siendo un total de 7 cajas petri por mesa.
3 una vez pesado el polvo del medio de cultivo se mezcla en el contenido de agua que se tiene en el vaso de precipitado de 250ml.
4 para poder mezclar y que no queden grumos se utiliza la varilla del cristal para agitar con forma en las manecillas del reloj hasta que se disuelva el polvo en el agua.
5 una vez que ya tenemos la mezcla echa dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el deposito del medio de cultivo.
NOTA:
Las indicaciones del medio de cultivo que contiene la etiqueta del depósito se debe transcribir para conocer bien los datos.
Sé le da el nombre de rehidratar al polvo con el agua y observando las indicaciones dadas se tomara el porcentaje requerido de polvo para la mezcla con el agua que soliciten de acuerdo a las cajas petri que se vallan a prepara.
Después del reposo del producto séle da movimientos en rotación a fuego de muñeca exponiendo al fuego del mechero estos movimientos y exposición darán como resultado una ebullición (hervor) y séle dará desde el momento que inicia la ebullición 1 minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.
Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz de erlenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente por quemaduras.Una ves terminada el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se taponea con torundas de algodón, se cubre con cinta masquintape, se registra con los datos del medio de cultivo, numero de mesa y fecha de elaboración.
Los integrantes se pondrán de acuerdo para la esterilización de materiales y el medio se deposita en autoclave.10 técnicas de esterilización (calor húmedo)Se esteriliza el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120 grados centígrados durante 20 minutos.Una vez terminada la esterilización se deja enfriar, el producto se libera de la autoclave, se entrega a las mesas y se hará el vaciado en cajas petri.Para el vaciado en cajas petri se requiere un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto este en el centro del campo de esterilización del mechero.
Se utiliza el vaso de precipitado de 250 ml el cual se pasara en forma breve por el fuego, para que este esterilizado (se pasara con la boquilla abierta) séle vierte el producto con la cantidad requerida y se vacía el producto con la cantidad requerida y se vacía ala caja petri, dejándola abierta con su tapa sobrepuesta asta que se enfríe, esto se hará las veces necesarias en nado de cajas.Ya estando sólido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador, con el nombre de la mesa, grupo, datos del medio de cultivo.
Conclusiones de la practica, bibliografía de los medios de cultivo, glosario.
1 objetivo realizado por el alumno
2 introducción
3 índice
4 materiales
5 instrucciones
Instrucciones
1 llegar puntualmente al laboratorio, disponer de equipo de bioseguridad para realizar trabajo del laboratorio (5 minutos para cambiarnos).
2 solicitar vale para materiales del laboratorio, vestir mesa del laboratorio con papel blanco para mantener un campo estéril.
3 Un alumno de los que estén dentro del laboratorio para realizar la práctica debe de anotar en el pizarrón los materiales que se ocuparan en la misma.
4 MATERIALES PARA MEDIO DE CULTIVO
Cristalería.
Matraz erlenmeyer de 250 ml
Vaso de precipitado de 250 ml
Probeta graduada de 100 ml
Vaso de precipitado de 50 ml
Vidrio de reloj
Varilla de cristal o agitador.
Espátula
PESOS Y MEDIDAS.
Balanza granataria.
MATERIALES DE APOYO.
Autoclave (técnica de esterilización).
Mechero de bunsen o mechero de Fisher.
Torundas de algodón secas.
Papel secante de color café.
Cinta maskintape de color café.
Agua destilada.
INDICACIONES PARA EL DESARROLLO DEL MEDIO DE CULTIVO.
1 pesar el polvo de medio de cultivo utilizando el vidrio de reloj, realizando la regla de tres.
2 solicitar al laboratorio agua destilada dependiendo la cantidad del producto que se valla a ocupar en cajas petri siendo un total de 7 cajas petri por mesa.
3 una vez pesado el polvo del medio de cultivo se mezcla en el contenido de agua que se tiene en el vaso de precipitado de 250ml.
4 para poder mezclar y que no queden grumos se utiliza la varilla del cristal para agitar con forma en las manecillas del reloj hasta que se disuelva el polvo en el agua.
5 una vez que ya tenemos la mezcla echa dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el deposito del medio de cultivo.
NOTA:
Las indicaciones del medio de cultivo que contiene la etiqueta del depósito se debe transcribir para conocer bien los datos.
Sé le da el nombre de rehidratar al polvo con el agua y observando las indicaciones dadas se tomara el porcentaje requerido de polvo para la mezcla con el agua que soliciten de acuerdo a las cajas petri que se vallan a prepara.
Después del reposo del producto séle da movimientos en rotación a fuego de muñeca exponiendo al fuego del mechero estos movimientos y exposición darán como resultado una ebullición (hervor) y séle dará desde el momento que inicia la ebullición 1 minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.
Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz de erlenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente por quemaduras.Una ves terminada el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se taponea con torundas de algodón, se cubre con cinta masquintape, se registra con los datos del medio de cultivo, numero de mesa y fecha de elaboración.
Los integrantes se pondrán de acuerdo para la esterilización de materiales y el medio se deposita en autoclave.10 técnicas de esterilización (calor húmedo)Se esteriliza el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120 grados centígrados durante 20 minutos.Una vez terminada la esterilización se deja enfriar, el producto se libera de la autoclave, se entrega a las mesas y se hará el vaciado en cajas petri.Para el vaciado en cajas petri se requiere un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto este en el centro del campo de esterilización del mechero.
Se utiliza el vaso de precipitado de 250 ml el cual se pasara en forma breve por el fuego, para que este esterilizado (se pasara con la boquilla abierta) séle vierte el producto con la cantidad requerida y se vacía el producto con la cantidad requerida y se vacía ala caja petri, dejándola abierta con su tapa sobrepuesta asta que se enfríe, esto se hará las veces necesarias en nado de cajas.Ya estando sólido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador, con el nombre de la mesa, grupo, datos del medio de cultivo.
Conclusiones de la practica, bibliografía de los medios de cultivo, glosario.
Op. Eq. de Lab. en materia de reactivo Medios de cultivo.
1 elaborar medio de cultivo
2 técnicas de esterilización
3 siembras en medio de cultivo
4 observación microscópica de colonias que se desarrollaron en el medio de cultivo
5 elaboración de frotis
6 tinción de Gram.
7 observación microscópica en objetivo 100x con aceite de palo
8 prueba de aglutinación en reacciones febriles
9 prueba de aglutinación en sangre
Prueba de aglutinación
Materiales:
Placa para inmunologia
GradillaTorundas de algodón
Tubo con tapón rojo sin autocuagulante
CentrífugaPalillos de madera
Papel secante
Papel para aforrar la mesa del laboratorio
Torniquete
Jeringa
Sangre fresa
Centrifuga
Solicitud
Solicitud de exámenes.
Indicaciones para el paciente.
Hoja de laboratorio donde se registra y séle da las indicaciones al paciente, registro y folio del laboratorio al examenAnalíticaTécnica de extracción de sangre (venopuncion)Extraer 2.5 a 3 mililitros de sangre. (Tubo)Técnica de separación de paquete sanguíneo y plasmaPoner en la placa de inmunológica una gota de plasmaPosanaliticaEl reporte (libro que en la portada lleve de tema inmunologia y pruebas serológicas.Hoja con los datos del pacienteTíficos H, tifito O, paratífico A, paratífico B, brucilla abortus y proteus oxi9.
2 técnicas de esterilización
3 siembras en medio de cultivo
4 observación microscópica de colonias que se desarrollaron en el medio de cultivo
5 elaboración de frotis
6 tinción de Gram.
7 observación microscópica en objetivo 100x con aceite de palo
8 prueba de aglutinación en reacciones febriles
9 prueba de aglutinación en sangre
Prueba de aglutinación
Materiales:
Placa para inmunologia
GradillaTorundas de algodón
Tubo con tapón rojo sin autocuagulante
CentrífugaPalillos de madera
Papel secante
Papel para aforrar la mesa del laboratorio
Torniquete
Jeringa
Sangre fresa
Centrifuga
Solicitud
Solicitud de exámenes.
Indicaciones para el paciente.
Hoja de laboratorio donde se registra y séle da las indicaciones al paciente, registro y folio del laboratorio al examenAnalíticaTécnica de extracción de sangre (venopuncion)Extraer 2.5 a 3 mililitros de sangre. (Tubo)Técnica de separación de paquete sanguíneo y plasmaPoner en la placa de inmunológica una gota de plasmaPosanaliticaEl reporte (libro que en la portada lleve de tema inmunologia y pruebas serológicas.Hoja con los datos del pacienteTíficos H, tifito O, paratífico A, paratífico B, brucilla abortus y proteus oxi9.
domingo, 17 de mayo de 2009
Investigar de forma bibliografica el concepto de los siguientes microorganismos.
Tarea No. 1.
PARAMECIO.
Los paramecios (género Paramecium) son protozoos ciliados con forma de suela de zapato o elipsoide, habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques. Son probablemente los seres unicelulares mejor conocidos y los protozoos ciliados más estudiados por la Ciencia. El tamaño ordinario de todas las especies de paramecios es de apenas 0'05 milímetros.
Tarea No. 2.
ESCHERICHIA COLI.
Escherichia coli (E. coli) es quizás el organismo procarionte más estudiado por el ser humano, se trata de una bacteria que se encuentra generalmente en los intestinos animales y por ende en las aguas negras. Fue descrita por primera vez en 1885 por Theodore von Escherich, bacteriólogo alemán, quién la denominó Bacterium coli. Posteriormente la taxonomía le adjudicó el nombre de Escherichia coli, en honor a su descubridor. Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo. Además produce vitaminas B y K. Es un bacilo que reacciona negativamente a la tinción de Gram (gramnegativo), es anaeróbico facultativo, móvil por flagelos peritricos (que rodean su cuerpo), no forma esporas, es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa y su prueba de IMVIC es ++--.
Es una bacteria utilizada frecuentemente en experimentos de genética y biotecnología molecular.
SALMONELLA THY.
Salmonella es un género de bacteria que pertenece a la familia Enterobacteriaceae, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Es un agente zoonótico de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual.
PROTEUS.
Proteus es un genero de bacterias gramnegativas, que incluye patógenos responsables de muchas infecciones del tracto urinario.[1] Las especies de Proteus normalmente no fermentan lactosa por razón de tener una β galactosidasa, pero algunas se han mostrado capaces de hacerlo en el test TSI (Triple Sugar Iron). Son oxidasa-negativas y ureasa-positivas. Algunas especies son mótiles.[2] Tienden a ser organismos pleomórficos, no esporulados ni capsulados y son productoras de fenilalanina desaminasa.[3] Con la excepción de P. mirabilis, todos los Proteus reaccionan negativos con la prueba del indol.
BRUCELLA ARBOTUS.
es una zoonosis ampliamente distribuida a nivel mundial que afecta principalmente al ganado bovino, causando esterilidad en machos y abortos en hembras en gestación. La resistencia depende del desarrollo de una inmunidad mediada por células, con la participación de células T CD4+ de tipo Th1, que secreten interferón gama (-INF), citosina que estimula la actividad bactericida por macrófagos y la actividad citotóxica de linfocitos T CD8+, que son capaces de matar células infectadas con Brucella. Brucella posee como componentes antigénicos importantes el lipopolisacárido (LPS) y las proteínas, entre las que se destaca por su demostrada capacidad inmune la superóxido dismutasa (SOD). La prevención de la diseminación de la brucelosis se fundamenta en el desarrollo de vacunas eficientes contra B.
Tarea N0. 3.
Investigar el concepto de medios de cultivo, como reactivo, la clasificacion d elos medios de cultivo y siembra.
MEDIO DE CULTIVO.
Solución que cuenta con los nutrientes necesarios para recuperar, multiplicar, aislar e identificar los microorganismos (bajo condiciones favorables de temperatura y pH), así como efectuar pruebas de susceptibilidad. Generalmente se presentan desecados en forma de polvo fino o granular antes de ser preparados, al prepararse podemos encontrarlos en estado sólido, semisólido y líquido.
Clasificación.
Según su aspecto físico:
fosiferoliquidos
Semi-sólidos
Sólidos duros o muy duros
Según su uso:
Selectivos
Selectivos de enriquecimiento
Diferenciales
Para cultivar gérmenes anaerobios
Para medir potencia de antibióticos
De transporte en micro
Para filtración a través de membrana
Para cultivo de hongos y levaduras
Para cultivo de protozoarios
Tarea No. 4.
Investigar el concepto de bitacora.
El nombre bitácora está basado en los cuadernos de viaje que se utilizaban en los barcos para relatar el desarrollo del viaje. Aunque el nombre se ha popularizado en los últimos años a raíz de su utilización en diferentes ámbitos, el cuaderno de trabajo o bitácora ha sido utilizado desde siempre.
Ahora bien, el término es usado también para nombrar un registro escrito de las acciones que se llevaron a cabo en cierto trabajo o tarea. Esta bitácora incluye todos los sucesos que tuvieron lugar durante la realización de dicha tarea, las fallas que se produjeron, los cambios que se introdujeron y los costos que ocasionaron.
El Cuaderno o bitácora de trabajo es un cuaderno en el cual estudiantes, diseñadores y trabajadores de empresas en general, entre otros, desarrollan su trabajo, anotan cualquier información que consideren que puede resultar útil para su trabajo. Esto no se aplica solamente a asuntos laborales.
Bibliografia.
http://es.wikipedia.org/wiki/Bit%C3%A1cora
PARAMECIO.
Los paramecios (género Paramecium) son protozoos ciliados con forma de suela de zapato o elipsoide, habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques. Son probablemente los seres unicelulares mejor conocidos y los protozoos ciliados más estudiados por la Ciencia. El tamaño ordinario de todas las especies de paramecios es de apenas 0'05 milímetros.
Tarea No. 2.
ESCHERICHIA COLI.
Escherichia coli (E. coli) es quizás el organismo procarionte más estudiado por el ser humano, se trata de una bacteria que se encuentra generalmente en los intestinos animales y por ende en las aguas negras. Fue descrita por primera vez en 1885 por Theodore von Escherich, bacteriólogo alemán, quién la denominó Bacterium coli. Posteriormente la taxonomía le adjudicó el nombre de Escherichia coli, en honor a su descubridor. Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo. Además produce vitaminas B y K. Es un bacilo que reacciona negativamente a la tinción de Gram (gramnegativo), es anaeróbico facultativo, móvil por flagelos peritricos (que rodean su cuerpo), no forma esporas, es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa y su prueba de IMVIC es ++--.
Es una bacteria utilizada frecuentemente en experimentos de genética y biotecnología molecular.
SALMONELLA THY.
Salmonella es un género de bacteria que pertenece a la familia Enterobacteriaceae, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa.
Es un agente zoonótico de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual.
PROTEUS.
Proteus es un genero de bacterias gramnegativas, que incluye patógenos responsables de muchas infecciones del tracto urinario.[1] Las especies de Proteus normalmente no fermentan lactosa por razón de tener una β galactosidasa, pero algunas se han mostrado capaces de hacerlo en el test TSI (Triple Sugar Iron). Son oxidasa-negativas y ureasa-positivas. Algunas especies son mótiles.[2] Tienden a ser organismos pleomórficos, no esporulados ni capsulados y son productoras de fenilalanina desaminasa.[3] Con la excepción de P. mirabilis, todos los Proteus reaccionan negativos con la prueba del indol.
BRUCELLA ARBOTUS.
es una zoonosis ampliamente distribuida a nivel mundial que afecta principalmente al ganado bovino, causando esterilidad en machos y abortos en hembras en gestación. La resistencia depende del desarrollo de una inmunidad mediada por células, con la participación de células T CD4+ de tipo Th1, que secreten interferón gama (-INF), citosina que estimula la actividad bactericida por macrófagos y la actividad citotóxica de linfocitos T CD8+, que son capaces de matar células infectadas con Brucella. Brucella posee como componentes antigénicos importantes el lipopolisacárido (LPS) y las proteínas, entre las que se destaca por su demostrada capacidad inmune la superóxido dismutasa (SOD). La prevención de la diseminación de la brucelosis se fundamenta en el desarrollo de vacunas eficientes contra B.
Tarea N0. 3.
Investigar el concepto de medios de cultivo, como reactivo, la clasificacion d elos medios de cultivo y siembra.
MEDIO DE CULTIVO.
Solución que cuenta con los nutrientes necesarios para recuperar, multiplicar, aislar e identificar los microorganismos (bajo condiciones favorables de temperatura y pH), así como efectuar pruebas de susceptibilidad. Generalmente se presentan desecados en forma de polvo fino o granular antes de ser preparados, al prepararse podemos encontrarlos en estado sólido, semisólido y líquido.
Clasificación.
Según su aspecto físico:
fosiferoliquidos
Semi-sólidos
Sólidos duros o muy duros
Según su uso:
Selectivos
Selectivos de enriquecimiento
Diferenciales
Para cultivar gérmenes anaerobios
Para medir potencia de antibióticos
De transporte en micro
Para filtración a través de membrana
Para cultivo de hongos y levaduras
Para cultivo de protozoarios
Tarea No. 4.
Investigar el concepto de bitacora.
El nombre bitácora está basado en los cuadernos de viaje que se utilizaban en los barcos para relatar el desarrollo del viaje. Aunque el nombre se ha popularizado en los últimos años a raíz de su utilización en diferentes ámbitos, el cuaderno de trabajo o bitácora ha sido utilizado desde siempre.
Ahora bien, el término es usado también para nombrar un registro escrito de las acciones que se llevaron a cabo en cierto trabajo o tarea. Esta bitácora incluye todos los sucesos que tuvieron lugar durante la realización de dicha tarea, las fallas que se produjeron, los cambios que se introdujeron y los costos que ocasionaron.
El Cuaderno o bitácora de trabajo es un cuaderno en el cual estudiantes, diseñadores y trabajadores de empresas en general, entre otros, desarrollan su trabajo, anotan cualquier información que consideren que puede resultar útil para su trabajo. Esto no se aplica solamente a asuntos laborales.
Bibliografia.
http://es.wikipedia.org/wiki/Bit%C3%A1cora
martes, 31 de marzo de 2009
Mesa No. 4
Tijuana B.C a 31 de marzo del 2009.
Materiales.
Pipeta automatica.
Pipeta volumetrica.
Pipeta graduada.
Pipeta Pasteur.
Vaso de Precipitado.
Probetagraduada.
Gradilla de metal.
5 Tubos de ensayo.
Cristalizador.
Pipeta Sali.
Primero colocamos 1 ml, 2ml, 3ml , 4ml y 5 ml de agua en los tubos de ensayo segun correcponda a cada uno.
Luego en la pipeta Pasteur colocamos 1 ml de agua y la medimos con la probeta graduada.
En la lamina de inmunhologia de cristal colocamos una gota de agua con la ayuda de la pipeta Pasteur.
Materiales.
Pipeta automatica.
Pipeta volumetrica.
Pipeta graduada.
Pipeta Pasteur.
Vaso de Precipitado.
Probetagraduada.
Gradilla de metal.
5 Tubos de ensayo.
Cristalizador.
Pipeta Sali.
Primero colocamos 1 ml, 2ml, 3ml , 4ml y 5 ml de agua en los tubos de ensayo segun correcponda a cada uno.
Luego en la pipeta Pasteur colocamos 1 ml de agua y la medimos con la probeta graduada.
En la lamina de inmunhologia de cristal colocamos una gota de agua con la ayuda de la pipeta Pasteur.
jueves, 26 de marzo de 2009
Camara de Neubauer
Recuento de eritrocitos
Recuento de eritrocitos: ejemplo
Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3 )
Como se hace?
La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente..
Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa en mitad de las líneas inferior y/o de la derecha..
El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:
Mujeres:
3.9-5.6 millones/µl
Hombres:
4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?
Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. la cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio
En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células (en protocol-online)
- arriba -
Material docente diseñado y elaborado por Manuel Reina. Última actualización : . Comentarios : mreina@ub.edu
se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.
2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.
3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).
4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.
5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuentaglóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.
6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.
7.El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):
Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):
Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:
siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).
Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de voluimen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial pareciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. en ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas.
Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos.
- Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)
Recuento de eritrocitos: ejemplo
Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3 )
Como se hace?
La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente..
Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa en mitad de las líneas inferior y/o de la derecha..
El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:
Mujeres:
3.9-5.6 millones/µl
Hombres:
4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?
Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. la cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio
En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células (en protocol-online)
- arriba -
Material docente diseñado y elaborado por Manuel Reina. Última actualización : . Comentarios : mreina@ub.edu
se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.
2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.
3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).
4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.
5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuentaglóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.
6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.
7.El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):
Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):
Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:
siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).
Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de voluimen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial pareciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. en ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas.
Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos.
- Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)
Practica No. 2
* Pesos Y Medidas*.
Materiales - Peso de cada material.
*Vidrio de reloj-18.9 gr.
*Matraz Erlenmeyer-100 gr.
*Probeta Graduada-97.5 gr.
*Cristalizador-49.2 gr.
*Vaso Precipitado de 50 ml-26.9 gr.
*Vaso Precipitado de 500 ml-116.2 gr.
*Pipeta Volumetrica 5 ml-22 gr.
*Pipeta Graduada 10 ml-25 gr.
*Pipeta Pasteur-2.6 gr.
*Portaobjetos-4.6 gr.
*Cubreobjetos-1.1 gr.
*Tapon-1.6 gr.
*Espatula-50.8 gr.
Colocamos en la probeta graduada y en el matraz erlenmeyer de 50 ml- 10 ml de agua en cada uno.
En el vidrio de reloj colocamos 1 ml de agua y luego pesamos su peso fue 19.6 gr.
Cuando le colocamos al vaso Precipitado agua tubo un peso de 3.41 gr.
La probeta graduada con agua peso 105.8 gr.
Y el vidrio de reloj con azucar peso 21 gr.
Materiales - Peso de cada material.
*Vidrio de reloj-18.9 gr.
*Matraz Erlenmeyer-100 gr.
*Probeta Graduada-97.5 gr.
*Cristalizador-49.2 gr.
*Vaso Precipitado de 50 ml-26.9 gr.
*Vaso Precipitado de 500 ml-116.2 gr.
*Pipeta Volumetrica 5 ml-22 gr.
*Pipeta Graduada 10 ml-25 gr.
*Pipeta Pasteur-2.6 gr.
*Portaobjetos-4.6 gr.
*Cubreobjetos-1.1 gr.
*Tapon-1.6 gr.
*Espatula-50.8 gr.
Colocamos en la probeta graduada y en el matraz erlenmeyer de 50 ml- 10 ml de agua en cada uno.
En el vidrio de reloj colocamos 1 ml de agua y luego pesamos su peso fue 19.6 gr.
Cuando le colocamos al vaso Precipitado agua tubo un peso de 3.41 gr.
La probeta graduada con agua peso 105.8 gr.
Y el vidrio de reloj con azucar peso 21 gr.
sábado, 21 de marzo de 2009
Tarea No.1
Investigar molesculas inorganicas y organicas.
Moleculas inorganicas.
Se denomina compuesto inorgánico a todos aquellos compuestos que están formados por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua el más abundante. En los compuestos inorgánicos se podría decir que participa casi la totalidad de elementos conocidos. Inorgánico se forma de manera ordinaria por la acción de distintas fuerzas fisicas y químicas; electrólisis, fusión... Podrían considerarse agentes de la creación de estas sustancias a la energía solar, el agua, el oxígeno... Los enlaces que forman los compuestos inorgánicos suelen ser o bien iónicos o bien covalentes.
Ejemplos de compuestos inorgánicos:
* El agua (H2O) es igual a dos átomos de hidrógeno y un átomo de oxígeno.
* El amoniaco (NH3) es igual a un átomo de nitrógeno y tres de hidrógeno.
* El anhídrido carbónico, el cual se encuentra en la atmósfera en estado gaseoso y los seres vivos lo eliminan hacia ella a través de la respiración. Su fórmula química es CO2, o sea, un átomo de carbono y dos de oxígeno. El CO2 es ocupado por los vegetales en el proceso de fotosíntesis para fabricar glucosa. Es importante aclarar que el CO2, aunque contiene carbono, no es orgánico porque tampoco contiene hidrógeno.
Moleculas organicas.
Los compuestos orgánicos (o molecula organica) son sustancias químicas que contienen carbono, formando enlaces covalentes carbono-carbono y/o carbono-hidrógeno. En muchos casos contienen oxígeno, y también nitrógeno, azufre, fósforo, boro, halógenos y otros elementos. Estos compuestos se denominan Moleculas organicas. No son moléculas orgánicas los compuestos que contienen carburos, los carbonatos y los óxidos de carbono.
Las moléculas orgánicas pueden ser de dos tipos:
* Moléculas orgánicas naturales: Son las sintetizadas por los seres vivos, y se llaman biomoléculas, las cuales son estudiadas por la bioquímica.
* Moléculas orgánicas artificiales: Son sustancias que no existen en la naturaleza y han sido fabricadas por el hombre como los plásticos.Se denomina compuesto inorgánico a todos aquellos compuestos que están formados por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua el más abundante.
La molecula de agua que es organica o inorganica?
Inorganica porque está formada por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua este caso.
El agua (H2O) es igual a dos átomos de hidrógeno y un átomo de oxígeno.
Clasificar las moleculas inorganicas que se ven implicados en el organismo humano, dando a entender su uso y accion dentro del mismo.
El agua es el principal elemento en el cuerpo humano, y por esta misma razón, el organismo es considerado como un cuerpo acuoso, ya que más de su 60% está formado por este vital elemento inorgánico.
Sales minerales.
Dioxido de carbono, el cual exhalams cuando respiramos y es utilizado por las plantas durante la fotosintesis.
Fuente de consulta.
http://books.google.com.mx/books?id=x7Pjp233nJ0C&pg=PA54&lpg=PA54&dq=que+moleculas+inorganicas+existen+en+nuestro+cuerpo&source=bl&ots=uQrZC9RW0j&sig=5PdOXNsEF8wge0vjZ8H3kQBwBco&hl=es&ei=_GfFSZaeAZGYsAPg35jzBg&sa=X&oi=book_result&resnum=1&ct=result#PPA55,M1
Moleculas inorganicas.
Se denomina compuesto inorgánico a todos aquellos compuestos que están formados por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua el más abundante. En los compuestos inorgánicos se podría decir que participa casi la totalidad de elementos conocidos. Inorgánico se forma de manera ordinaria por la acción de distintas fuerzas fisicas y químicas; electrólisis, fusión... Podrían considerarse agentes de la creación de estas sustancias a la energía solar, el agua, el oxígeno... Los enlaces que forman los compuestos inorgánicos suelen ser o bien iónicos o bien covalentes.
Ejemplos de compuestos inorgánicos:
* El agua (H2O) es igual a dos átomos de hidrógeno y un átomo de oxígeno.
* El amoniaco (NH3) es igual a un átomo de nitrógeno y tres de hidrógeno.
* El anhídrido carbónico, el cual se encuentra en la atmósfera en estado gaseoso y los seres vivos lo eliminan hacia ella a través de la respiración. Su fórmula química es CO2, o sea, un átomo de carbono y dos de oxígeno. El CO2 es ocupado por los vegetales en el proceso de fotosíntesis para fabricar glucosa. Es importante aclarar que el CO2, aunque contiene carbono, no es orgánico porque tampoco contiene hidrógeno.
Moleculas organicas.
Los compuestos orgánicos (o molecula organica) son sustancias químicas que contienen carbono, formando enlaces covalentes carbono-carbono y/o carbono-hidrógeno. En muchos casos contienen oxígeno, y también nitrógeno, azufre, fósforo, boro, halógenos y otros elementos. Estos compuestos se denominan Moleculas organicas. No son moléculas orgánicas los compuestos que contienen carburos, los carbonatos y los óxidos de carbono.
Las moléculas orgánicas pueden ser de dos tipos:
* Moléculas orgánicas naturales: Son las sintetizadas por los seres vivos, y se llaman biomoléculas, las cuales son estudiadas por la bioquímica.
* Moléculas orgánicas artificiales: Son sustancias que no existen en la naturaleza y han sido fabricadas por el hombre como los plásticos.Se denomina compuesto inorgánico a todos aquellos compuestos que están formados por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua el más abundante.
La molecula de agua que es organica o inorganica?
Inorganica porque está formada por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua este caso.
El agua (H2O) es igual a dos átomos de hidrógeno y un átomo de oxígeno.
Clasificar las moleculas inorganicas que se ven implicados en el organismo humano, dando a entender su uso y accion dentro del mismo.
El agua es el principal elemento en el cuerpo humano, y por esta misma razón, el organismo es considerado como un cuerpo acuoso, ya que más de su 60% está formado por este vital elemento inorgánico.
Sales minerales.
Dioxido de carbono, el cual exhalams cuando respiramos y es utilizado por las plantas durante la fotosintesis.
Fuente de consulta.
http://books.google.com.mx/books?id=x7Pjp233nJ0C&pg=PA54&lpg=PA54&dq=que+moleculas+inorganicas+existen+en+nuestro+cuerpo&source=bl&ots=uQrZC9RW0j&sig=5PdOXNsEF8wge0vjZ8H3kQBwBco&hl=es&ei=_GfFSZaeAZGYsAPg35jzBg&sa=X&oi=book_result&resnum=1&ct=result#PPA55,M1
jueves, 19 de marzo de 2009
Practica No.1.
Aprender a utilizar materiles para medicion.
1. Materiales. Pipetas (5, 10 ml y volumetrica), buretas, probetas (100 ml), matraz erlenmeyer (250 ml), vaso precipitado (250 ml).
Lugar de trabajo. Laboratorio clinico.
2. Equipo de bioseguridad. Bata, guantes, gorro, cubreboca, lapiz, hojas blancas, borrrador y plumones o bicolores de palos.
3. Procedimiento. Peso de materiales (masa). El alumno debe solicitar una balanza granataria para realizar el peso de los materiales que se le facilitan, registrando el peso de cada elemento en forma ordenanda (alfa, numerico), ademas debe registrar la capacidad en volumen de cada elemento.
Debe solicitar agua destilada para realizar sus trabajos utilizando el vaso precipitado de 250 ml en una cantidad de 200 ml.
4. El alumno debe de utilizar su habilidad y destresa para poder llevar a cabo estaa ctividad de Peso y medida donde puede tener margen de herror en el manejo de las sustancias contra los Pesos y Medidas que deben de utilizar.
5. Medicion de liquidos con pipetas. En esta actividad debe solicitar 5 tubos de ensayo, una pipeta de hule, tapon para tubos de ensayo, tela o cinta maskin tape.
6. Introducir la punta de la pipeta en el vaso de precipitado que contenga el liquido.
7. Succione hasta que el liquido acienda hacia arriba de la marca superior solicitada la cual serra de 1 ml, 2ml, 3 ml, 4ml y 5ml.
8. Para poder verificar las gotas correspondientes a un ml debe de utilizar una Pipeta Pasteur con vulvo o globo de plastico para succionar, manejando un ml de agua para ralizar su conteo en gotas, debe solicitar un gotero.
9. Solicitar un vidrio de reloj para llevar a cabo el peso de un ml de agua destilada y compararla con un ml de agua corriente de la llave.
10.La succion de pipeteo la pude ralizar con la boca si es agua si son liquidos corresivos los debe realizar con pipeta de hule y si es con pipeta como la de sali o pipeta de toma se debe solicitar una manguera especial para estas p[ipetas.
11.Controle la descarga del liquidos en el interior de la pipeta con el dedo.
12.Para subir si ya esta la cantidad exacta observe la posicion del medisco que se forma.
13.Realice 5 determinaciones con pipetas de distinta capacidad para comparar los resultados vacie el contenido de la pipeta en una preobeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
14.La de la pipeta y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en una gradilla o bien en un vaso de precipitado de 500 ml.
15. Antes de usar una pipeta se debe observar cuidadosamente y entender las marcas de calibracion y capacidad.
1. Materiales. Pipetas (5, 10 ml y volumetrica), buretas, probetas (100 ml), matraz erlenmeyer (250 ml), vaso precipitado (250 ml).
Lugar de trabajo. Laboratorio clinico.
2. Equipo de bioseguridad. Bata, guantes, gorro, cubreboca, lapiz, hojas blancas, borrrador y plumones o bicolores de palos.
3. Procedimiento. Peso de materiales (masa). El alumno debe solicitar una balanza granataria para realizar el peso de los materiales que se le facilitan, registrando el peso de cada elemento en forma ordenanda (alfa, numerico), ademas debe registrar la capacidad en volumen de cada elemento.
Debe solicitar agua destilada para realizar sus trabajos utilizando el vaso precipitado de 250 ml en una cantidad de 200 ml.
4. El alumno debe de utilizar su habilidad y destresa para poder llevar a cabo estaa ctividad de Peso y medida donde puede tener margen de herror en el manejo de las sustancias contra los Pesos y Medidas que deben de utilizar.
5. Medicion de liquidos con pipetas. En esta actividad debe solicitar 5 tubos de ensayo, una pipeta de hule, tapon para tubos de ensayo, tela o cinta maskin tape.
6. Introducir la punta de la pipeta en el vaso de precipitado que contenga el liquido.
7. Succione hasta que el liquido acienda hacia arriba de la marca superior solicitada la cual serra de 1 ml, 2ml, 3 ml, 4ml y 5ml.
8. Para poder verificar las gotas correspondientes a un ml debe de utilizar una Pipeta Pasteur con vulvo o globo de plastico para succionar, manejando un ml de agua para ralizar su conteo en gotas, debe solicitar un gotero.
9. Solicitar un vidrio de reloj para llevar a cabo el peso de un ml de agua destilada y compararla con un ml de agua corriente de la llave.
10.La succion de pipeteo la pude ralizar con la boca si es agua si son liquidos corresivos los debe realizar con pipeta de hule y si es con pipeta como la de sali o pipeta de toma se debe solicitar una manguera especial para estas p[ipetas.
11.Controle la descarga del liquidos en el interior de la pipeta con el dedo.
12.Para subir si ya esta la cantidad exacta observe la posicion del medisco que se forma.
13.Realice 5 determinaciones con pipetas de distinta capacidad para comparar los resultados vacie el contenido de la pipeta en una preobeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
14.La de la pipeta y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en una gradilla o bien en un vaso de precipitado de 500 ml.
15. Antes de usar una pipeta se debe observar cuidadosamente y entender las marcas de calibracion y capacidad.
SEGUNDA UNIDAD. Preparar reactivos.
18-marzo-2009.
2.1 Preparar soluciones.
a) Porcentuales.
b) Normales.
c) Volares.
d) Molares.
Dentro de la estructura se va a utilzar material de vidrio y volumetrico de laboratorio clinico.
Investigar los diferenter procesos de preparacion de soluciones para su uso en el laboratorio clinico.
Resolver problemas de preparacion de soluciones, normales, porcentuales, molares, volares y otras, para llegar a estos puntos debemos realizar practicas de laboratorio.
Dentro de los materiales de laboratorio posibles a utilizar deben de llevar una forma de prevencion en el mantenimiento correctivo y operacional de los materiales ha utilizar asi como de los equipos cientificos que se utilicen.
El alumno debe llevar a cabo los trabajos de investigacon de los conceptos ya indicados (conceptuales, normales, volares y molares).
Practica No. 1
Medicion y Pesos en masa y volumen.
1. Portada.
2. Objetivo particular del alumno.
3. Introduccion.
4. Indice.
5. Instrucciones.
6. Desarrollo de la practica de laboratorio, este punto debe tener graficos reales de la actividad que se este llevando a cabo y se debe de anotar el nombre alfabetico o numerico.
Si se realizan operaciones matematicas se deben encuadrar ordenadamente.
Dentro de los graficos pueden ser fotografias o dibujos alucivos al tema que se esta realizando.
Cada uno de los materiales utilizados ya sea cristaleria, equipo de apoyo, cientifico debe de llevar pie de foto y su caracteristica de uso de mantenimiento.
Hoja de mantenimiento preventivo correctivo y uso, esta debe ser cuadriculada, elaborada a criterio de los integrantes del equipo.
Conclusiones de la practica.
Investigacion del tema que se esta investigando en el laboratorio en forma breve.
Fichas bibliograficas.
Borrador para firma.
Subir al blog.
Se renombra, se le da nombre de dominacion y se etiqueta.
2.1 Preparar soluciones.
a) Porcentuales.
b) Normales.
c) Volares.
d) Molares.
Dentro de la estructura se va a utilzar material de vidrio y volumetrico de laboratorio clinico.
Investigar los diferenter procesos de preparacion de soluciones para su uso en el laboratorio clinico.
Resolver problemas de preparacion de soluciones, normales, porcentuales, molares, volares y otras, para llegar a estos puntos debemos realizar practicas de laboratorio.
Dentro de los materiales de laboratorio posibles a utilizar deben de llevar una forma de prevencion en el mantenimiento correctivo y operacional de los materiales ha utilizar asi como de los equipos cientificos que se utilicen.
El alumno debe llevar a cabo los trabajos de investigacon de los conceptos ya indicados (conceptuales, normales, volares y molares).
Practica No. 1
Medicion y Pesos en masa y volumen.
1. Portada.
2. Objetivo particular del alumno.
3. Introduccion.
4. Indice.
5. Instrucciones.
6. Desarrollo de la practica de laboratorio, este punto debe tener graficos reales de la actividad que se este llevando a cabo y se debe de anotar el nombre alfabetico o numerico.
Si se realizan operaciones matematicas se deben encuadrar ordenadamente.
Dentro de los graficos pueden ser fotografias o dibujos alucivos al tema que se esta realizando.
Cada uno de los materiales utilizados ya sea cristaleria, equipo de apoyo, cientifico debe de llevar pie de foto y su caracteristica de uso de mantenimiento.
Hoja de mantenimiento preventivo correctivo y uso, esta debe ser cuadriculada, elaborada a criterio de los integrantes del equipo.
Conclusiones de la practica.
Investigacion del tema que se esta investigando en el laboratorio en forma breve.
Fichas bibliograficas.
Borrador para firma.
Subir al blog.
Se renombra, se le da nombre de dominacion y se etiqueta.
domingo, 15 de marzo de 2009
miércoles, 11 de marzo de 2009
Practica
OBJETIVO: El alumno técnico en Laboratorio clínico aprenderá a usar y manejar adecuadamente el microscopio, aplicándolo en las diferentes áreas del laboratorio teniendo como finalidad el enfoque de los diferentes objetos que se le indiquen.
INTRODUCCION: Los alumnos de laboratorio clínico, deben de utilizar el microscopio de forma adecuada aplicando los conocimientos anteriormente aprendidos, para que puedan obtener un mejor funcionamiento y manejo del mismo ya que en el podrán observar diferentes estructuras diminutas que no se alcanzan a ver de forma microscópica.
MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO
INSTRUCCIÓN:
1.- De acuerdo al grafico que se te indica, trata de identificar en forma ordenada las partes del microscopio.
2.- Sigue los pasos indicados para que puedas identificar usar y manejar cada una de las partes del microscopio
3.- Partes de un microscopio:
SISTEMA ÓPTICO
OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)
OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)
CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación
DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
SISTEMA MECÁNICO
SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular…
REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.
4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.
MANEJO DEL MICROSCOPIO
1
Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.
2
Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas
3
Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4
1. Para realizar el enfoque:
a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.
Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de
incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos
b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5
Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
6
EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:
A.- Bajar totalmente la platina
B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona
que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de
x40.
D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de
aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.
5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:
Aceite
Muestras de tomate
Muestras de cebolla
Muestra de sangre
Muestra de vegetal (hoja)
6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES
1
Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2
Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo
3
Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4
No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5
Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6
No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)
7
El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8
Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9
Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
7.- Resultados de los campos microscópicos observados:
Conclusión
Debes de aplicar el número de objetivo donde obtuviste el enfoque adecuado, explicando brevemente tu experiencia obtenida. (Utiliza colores de madera para representar los gráficos).
CONCLUSIONES :
INTRODUCCION: Los alumnos de laboratorio clínico, deben de utilizar el microscopio de forma adecuada aplicando los conocimientos anteriormente aprendidos, para que puedan obtener un mejor funcionamiento y manejo del mismo ya que en el podrán observar diferentes estructuras diminutas que no se alcanzan a ver de forma microscópica.
MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO
INSTRUCCIÓN:
1.- De acuerdo al grafico que se te indica, trata de identificar en forma ordenada las partes del microscopio.
2.- Sigue los pasos indicados para que puedas identificar usar y manejar cada una de las partes del microscopio
3.- Partes de un microscopio:
SISTEMA ÓPTICO
OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)
OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)
CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación
DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
SISTEMA MECÁNICO
SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular…
REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.
4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.
MANEJO DEL MICROSCOPIO
1
Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.
2
Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas
3
Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4
1. Para realizar el enfoque:
a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.
Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de
incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos
b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5
Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
6
EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:
A.- Bajar totalmente la platina
B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona
que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de
x40.
D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de
aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.
5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:
Aceite
Muestras de tomate
Muestras de cebolla
Muestra de sangre
Muestra de vegetal (hoja)
6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES
1
Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2
Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo
3
Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4
No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5
Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6
No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)
7
El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8
Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9
Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
7.- Resultados de los campos microscópicos observados:
Conclusión
Debes de aplicar el número de objetivo donde obtuviste el enfoque adecuado, explicando brevemente tu experiencia obtenida. (Utiliza colores de madera para representar los gráficos).
CONCLUSIONES :
Cuestonario
USOS Y PARTES DEL MICROSCOPIO
NOMBRE DEL ALUMNO___________________________GRUPO_______FECHA___
I.- LEE CUIDADOSAMENTE Y SUBRAYE LA RESPUESTA CORRECTA.
1.- Es la superficie plana donde se coloca la preparación; tiene un orificio central para el paso de los rayos de luz.
Brazo
Pie
Tornillo micrométrico
Platina
2.- Sirve para un ajuste mas fino en la muestra que se va observar.
platina
Pie
Tornillo micrométrico
Brazo
3.- Concentra los rayos de la luz en el objeto que se observa
Lámpara
Condensador
Diafragma
Espejo
4.- Es la Pieza donde se encuentran montados los objetivos.
Revolver
Pie
Platina
Brazo
5.- Enfoca la muestra que se va observar.
Platina
Brazo
Tornillo micrométrico
Tornillo micrométrico
6.- Son los lentes mas cercanos al ojo.
Brazo
Oculares
Objetivo
Espejo
7.- El microscopio consta de tres objetivos ¿Cuál es?, el que se llama objetivo de inmersión.
40X
10X
4X
100X
8.- Regula la cantidad de luz que debe llegar a la preparación.
Lámpara
Diafragma
Condensador
Espejo
9.- Son los lentes que quedan mas cerca del objeto.
Espejo
Lámpara
Diafragma
Objetivos
10.- Une al tubo con la platina y sirve para sujetar el microscopio cuando lo movemos.
Tornillo micrométrico
Platina
Brazo
Pie
II.- Describa alguna indicaciones importantes en el cuidado del microscopio.
__________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
III.- DE ACUERDO CON EL ESQUEMA, IDENTIFICA LAS PARTES DEL MICROSCOPIO.
NOMBRE DEL ALUMNO___________________________GRUPO_______FECHA___
I.- LEE CUIDADOSAMENTE Y SUBRAYE LA RESPUESTA CORRECTA.
1.- Es la superficie plana donde se coloca la preparación; tiene un orificio central para el paso de los rayos de luz.
Brazo
Pie
Tornillo micrométrico
Platina
2.- Sirve para un ajuste mas fino en la muestra que se va observar.
platina
Pie
Tornillo micrométrico
Brazo
3.- Concentra los rayos de la luz en el objeto que se observa
Lámpara
Condensador
Diafragma
Espejo
4.- Es la Pieza donde se encuentran montados los objetivos.
Revolver
Pie
Platina
Brazo
5.- Enfoca la muestra que se va observar.
Platina
Brazo
Tornillo micrométrico
Tornillo micrométrico
6.- Son los lentes mas cercanos al ojo.
Brazo
Oculares
Objetivo
Espejo
7.- El microscopio consta de tres objetivos ¿Cuál es?, el que se llama objetivo de inmersión.
40X
10X
4X
100X
8.- Regula la cantidad de luz que debe llegar a la preparación.
Lámpara
Diafragma
Condensador
Espejo
9.- Son los lentes que quedan mas cerca del objeto.
Espejo
Lámpara
Diafragma
Objetivos
10.- Une al tubo con la platina y sirve para sujetar el microscopio cuando lo movemos.
Tornillo micrométrico
Platina
Brazo
Pie
II.- Describa alguna indicaciones importantes en el cuidado del microscopio.
__________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________
III.- DE ACUERDO CON EL ESQUEMA, IDENTIFICA LAS PARTES DEL MICROSCOPIO.
Microscopio.
Microscopio óptico
Microscopio óptico de juguete
Un microscopio óptico es un microscopio basado en lentes ópticas. El desarrollo de este aparato suele asociarse con los trabajos de Anton van Leeuwenhoek. Los microscopios de Leeuwenhoek constaban de una única lente pequeña y convexa, montada sobre una plancha, con un mecanismo para sujetar el material que se iba a examinar (la muestra o espécimen). Este uso de una única lente convexa se conoce como microscopio simple, en el que se incluye la lupa, entre otros aparatos ópticos. Partes del microscopio óptico y sus funciones [editar]
· Ocular: lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
· Objetivo: lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
· Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
· Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
· Foco: dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
· Lente ocular: Capta y amplia la imagen formada en los objetivos.
· Tubo: es una càmara oscura unida al brazo mediante una cremallera.
· Revólver: Es un sistema que coge los objetivos, y que rota para utilizar un objetivo u otro.
· Tornillos macro y micrométrico: Son tornillos de enfoque, mueven la platina hacia arriba y hacia abajo. El macrométrico lo hace de forma rápida y el micrométrico de forma lenta. Llevan incorporado un mando de bloqueo que fija la platina a una determinada altura.
· Platina: Es una plataforma horizontal con un orificio central, sobre el que se coloca la preparación, que permite el paso de los rayos procedentes de la fuente de iluminación situada por debajo. Dos pinzas sirven para retener el portaobjetos sobre la platina y un sistema de cremallera guiado por dos tornillos de desplazamiento permite mover la preparación de delante hacia atrás o de izquierda a derecha y viceversa. En la parte posterior de uno de los laterales se encuentra un nonius que permite fijar las coordenadas de cualquier campo óptico; de esta forma se puede acudir a el cuando interesa.
Sistema de iluminación
La fuente de luz 1, con la ayuda de una lente (o sistema) 2, llamada colector, se representa en el plano del diafragma iris de abertura 5 del condensador 6. Este diagrama se instala en el plano focal anterior del condensador 6 y puede variar su abertura numérica. El diagrama iris 3 dispuesto junto al colector 2 es el diafragma de campo. La variación del diámetro del diafragma de campo permite obtener su imagen igual al campo visual lineal del microscopio. La abertura numérica del condensador 6 supera, generalmente la de la abertura del objetivo microscópico.
Sistema de Iluminación
MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO
El microscopio compuesto
Un microscopio compuesto es un microscopio óptico que tiene más de un lente. Los microscopios compuestos se utilizan especialmente para examinar objetos transparentes, o cortados en láminas tan finas que se transparentan. Se emplea para aumentar o ampliar las imágenes de objetos y organismos no visibles a simple vista. El microscopio óptico común está conformado por tres sistemas:
· El sistema mecánico está constituido por una serie de piezas en las que van instaladas las lentes, que permiten el movimiento para el enfoque.
· El sistema óptico comprende un conjunto de lentes, dispuestas de tal manera que producen el aumento de las imágenes que se observan a través de ellas.
El sistema de iluminación comprende las partes del microscopio que reflejan, transmiten y regulan la cantidad de luz necesaria para efectuar la observación a través del microscopio.
La parte mecánica del microscopio
La parte mecánica del microscopio comprende el pie, el tubo, el revólver, el asa, la platina, el carro, el tornillo macrométrico y el tornillo micrométrico. Estos elementos sostienen la parte óptica y de iluminación; además, permiten los desplazamientos necesarios para el enfoque del objeto.
· El pie. Constituye la base sobre la que se apoya el microscopio y tiene por lo general forma de Y o bien es rectangular.
· El tubo. Tiene forma cilíndrica y está ennegrecido internamente para evitar las molestias que ocasionan los reflejos de la luz. En su extremidad superior se colocan los oculares.
· El revólver. Es una pieza giratoria provista de orificios en los que se enroscan los objetivos. Al girar el revólver, los objetivos pasan por el eje del tubo y se colocan en posición de trabajo, lo que se nota por el ruido de un piñón que lo fija.
· La columna, llamada también asa o brazo, es una pieza colocada en la parte posterior del aparato. Sostiene el tubo en su porción superior y por el extremo inferior se adapta al pie.
· La platina. Es una pieza metálica plana en la que se coloca la preparación u objeto que se va a observar. Presenta un orificio, en el eje óptico del tubo, que permite el paso de los rayos luminosos a la preparación. La platina puede ser fija, en cuyo caso permanece inmóvil; en otros casos puede ser giratoria; es decir, mediante tornillos laterales puede centrarse o producir movimientos circulares.
· Carro. Es un dispositivo, colocado sobre la platina, que permite deslizar la preparación con movimiento ortogonal de adelante hacia atrás y de derecha a izquierda.
· El tornillo macrométrico. Girando este tornillo, asciende o desciende el tubo del microscopio, deslizándose en sentido vertical gracias a una cremallera. Estos movimientos largos permiten el enfoque rápido de la preparación.
· El tornillo micrométrico. Mediante el movimiento casi imperceptible que produce al deslizar el tubo o la platina, se logra el enfoque exacto y nítido de la preparación. Lleva acoplado un tambor graduado en divisiones de 0,001 mm., que se utiliza para precisar sus movimientos y puede medir el espesor de los objetos.
Sistema óptico
El sistema óptico es el encargado de reproducir y aumentar las imágenes mediante el conjunto de lentes que lo componen. Está formado por los oculares y los objetivos. El objetivo proyecta una imagen de la muestra que el ocular luego amplía.
Los oculares:
· están constituidos generalmente por dos lentes, dispuestas sobre un tubo corto. Los oculares más generalmente utilizados son los de: 8X, 10X, 12,5X, 15X. La X se utiliza para expresar en forma abreviada los aumentos.
Los objetivos:
· se disponen en una pieza giratoria denominada revólver y producen el aumento de las imágenes de los objetos y organismos, y, por tanto, se hallan cerca de la preparación que se examina. Los objetivos utilizados corrientemente son de dos tipos: objetivos secos y objetivos de inmersión
Los objetivos secos
o Se utilizan sin necesidad de colocar sustancia alguna entre ellos y la preparación. En la cara externa llevan una serie de índices que indican el aumento que producen, la abertura numérica y otros datos. Así, por ejemplo, si un objetivo tiene estos datos: plan 40/0,65 y 160/0,17, significa que el objetivo es planacromático, su aumento 40 y su abertura numérica 0,65, calculada para una longitud de tubo de 160 mm. El número de objetivos varía con el tipo de microscopio y el uso a que se destina. Los aumentos de los objetivos secos más frecuentemente utilizados son: 6X, 10X, 20X, 45X y 60X.
El objetivo de inmersión
o Está compuesto por un complicado sistema de lentes. Para observar a través de este objetivo es necesario colocar una gota de aceite de cedro entre el objetivo y la preparación, de manera que la lente frontal entre en contacto con el aceite de cedro. Generalmente, estos objetivos son de 100X y se distingue por uno o dos círculos o anillos de color negro que rodea su extremo inferior.
o
Sistema de iluminación
Este sistema tiene como finalidad dirigir la luz natural o artificial de tal manera que ilumine la preparación u objeto que se va a observar en el microscopio de la manera adecuada. Comprende los siguientes elementos:
Fuente de iluminación
Se trata generalmente de una lámpara incandescente de tungsteno sobrevoltada. Por delante de ella se sitúa un condensador (una lente convergente) e, idealmente, un diafragma de campo, que permite controlar el diámetro de la parte de la preparación que queda iluminada, para evitar que exceda el campo de observación produciendo luces parásitas.
El espejo
necesario si la fuente de iluminación no está construida dentro del microscopio y ya alineada con el sistema óptico, como suele ocurrir en los microscopios modernos. Suele tener dos caras: una cóncava y otra plana. Goza de movimientos en todas las direcciones. La cara cóncava se emplea de preferencia con iluminación artificial, y la plana, para iluminación natural (luz solar).
Condensador
El condensador está formado por un sistema de lentes, cuya finalidad es concentrar luminosos los rayos sobre el plano de la preparación, formando un cono de luz con el mismo ángulo que el del campo del objetivo. El condensador se sitúa debajo de la platina y su lente superior es generalmente planoconvexa, quedando la cara superior plana en contacto con la preparación cuando se usan objetivos de gran abertura (los de mayor ampliación); existen condensadores de inmersión, que piden que se llene con aceite el espacio entre esa lente superior y la preparación. La abertura numérica máxima del condensador debe ser al menos igual que la del objetivo empleado, o no se logrará aprovechar todo su poder separador. El condensador puede deslizarse verticalmente sobre un sistema de cremallera mediante un tornillo, bajándose para su uso con objetivos de poca potencia.
Diafragma
El condensador está provisto de un diafragma-iris, que regula su abertura para ajustarla a la del objetivo. Puede emplearse, de manera irregular, para aumentar el contraste, lo que se hace cerrándolo más de lo que conviene si se quiere aprovechar la resolución del sistema óptico
· .
· ,
· r.
Trayectoria del rayo de luz a través del microscopio
El haz luminoso procedente de la lámpara pasa directamente a través del diafragma al condensador. Gracias al sistema de lentes que posee el condensador, la luz es concentrada sobre la preparación a observar. El haz de luz penetra en el objetivo y sigue por el tubo hasta llegar al ocular, donde es captado por el ojo del observador
Propiedades del microscopio
Poder separador
También llamado a veces poder de resolución, es una cualidad del microscopio, y se define como la distancia mínima entre dos puntos próximos que pueden verse separados. El ojo normal no puede ver separados dos puntos cuando su distancia es menor a una décima de milímetro. En el microscopio viene limitado por la longitud de onda de la radiación empleada; en el microscopio óptico, el poder separador máximo conseguido es de 0,2 décimas de micrómetro (la mitad de la longitud de onda de la luz azul), y en el microscopio electrónico, el poder separador llega hasta 10 Å.
Poder de definición
Se refiere a la nitidez de las imágenes obtenidas, sobre todo respecto a sus contornos. Esta propiedad depende de la calidad y de la corrección de las aberraciones de las lentes utilizadas
Ampliación del microscopio
En términos generales se define como la relación entre el diámetro aparente de la imagen y el diámetro o longitud del objeto. Esto quiere decir que si el microscopio aumenta 100 diámetros un objeto, la imagen que estamos viendo es 100 veces mayor linealmente que el tamaño real del objeto (la superficie de la imagen será 1002, es decir 10.000 veces mayor). Para calcular el aumento que está proporcionando un microscopio, basta multiplicar los aumentos respectivos debidos al objetivo y el ocular empleados. Por ejemplo, si estamos utilizando un objetivo de 45X y un ocular de 10X, la ampliación con que estamos viendo la muestra será: 45X x 10X = 450X, lo cual quiere decir que la imagen del objeto está ampliada 450 veces, también expresado como 450 diámetros.
Campo del microscopio
Se denomina campo del microscopio al círculo visible que se observa a través del microscopio. También podemos definirlo como la porción del plano visible observado a través del microscopio. Si el aumento es mayor, el campo disminuye, lo cual quiere decir que el campo es inversamente proporcional al aumento del microscopio. Para medir el diámetro del campo del microscopio con cualquiera de los objetivos se utiliza el micrómetro, al que se hará referencia en el siguiente punto.
Mantenimiento del microscopio
El microscopio debe estar protegido del polvo, humedad y otros agentes que pudieran dañarlo. Mientras no esté en uso debe guardarse en un estuche o gabinete, o bien cubrirlo con una bolsa plástica o campana de vidrio.
Las partes mecánicas
Deben limpiarse con un paño suave; en algunos casos, éste se puede humedecer con xilol para disolver ciertas manchas de grasa, aceite de cedro, parafina, etc. Que hayan caído sobre las citadas partes.
La limpieza de las partes ópticas requiere precauciones especiales
Para ello debe emplearse papel "limpiante" que expiden las casas distribuidoras de material de laboratorio. Nunca deben tocarse las lentes del ocular, objetivo y condensador con los dedos; las huellas digitales perjudican la visibilidad, y cuando se secan resulta trabajoso eliminarlas.
Para una buena limpieza de las lentes
Puede humedecerse el papel "limpiante" con éter y luego pasarlo por la superficie cuantas veces sea necesario. El aceite de cedro que queda sobre la lente frontal del objetivo de inmersión debe quitarse inmediatamente después de finalizada la observación. Para ello se puede pasar el papel "limpialentes" impregnado con una gota de xilol. Para guardarlo se acostumbra colocar el objetivo de menor aumento sobre la platina y bajado hasta el tope; el condensador debe estar en su posición más baja, para evitar que tropiece con alguno de los objetivos. Guárdese en lugares secos, para evitar que la humedad favorezca la formación de hongos. Ciertos ácidos y otras sustancias químicas que producen emanaciones fuertes, deben mantenerse alejados del microscopio.
.
Conclusiones
El Microscopio es: cualquiera de los distintos tipos de instrumentos que se utilizan para obtener una imagen aumentada de objetos minúsculos o detalles muy pequeños de los mismos. El microscopio simple o lente de aumento es el más sencillo de todos y consiste en realidad en una lupa que agranda la imagen del objeto observado. Las evidentes limitaciones de este sistema, conocido desde la antigüedad, y el desarrollo de la óptica y de la construcción de lentes hizo que surgieran en el siglo XVII los microscopios compuestos, diestramente utilizados por el holandés Antonie van Leewenhock en el estudio de la microfauna de los estanques y charlas. Estas observaciones, unidas a las de Robert Hooke, establecieron la microscopia como poderosa herramienta científica.
Normas generales de uso del laboratorio
Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales que deben ser observadas con toda escrupulosidad.
1. Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente apenas se conozcan.
2. El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado.
3. Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.
4. Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.
5. No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor.
6. No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos.
7. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus mecanismos.
8. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. Si se manejan mecheros de gas se debe tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.
9. Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse con cuidado para evitar que salpiquen el cuerpo o los vestidos. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared.
10. Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe echar agua sobre ellos; siempre al contrario: ácido sobre agua.
11. Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se inclinará de forma que la etiqueta quede en la parte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta y no se pueda identificar el contenido del frasco.
12. No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla o artilugio que se disponga en el Centro.
13. Las pipetas se cogerán de forma que sea el dedo índice el que tape su extremo superior para regular la caída de líquido.
14. Al enrasar un líquido con una determinada división de escala graduada debe evitarse el error de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase sea horizontal.
15. Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contienen líquidos debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido y, cuando se observe que se inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o hacia otra persona.
16. Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas.
17. Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que se engrasen.
Microscopio óptico de juguete
Un microscopio óptico es un microscopio basado en lentes ópticas. El desarrollo de este aparato suele asociarse con los trabajos de Anton van Leeuwenhoek. Los microscopios de Leeuwenhoek constaban de una única lente pequeña y convexa, montada sobre una plancha, con un mecanismo para sujetar el material que se iba a examinar (la muestra o espécimen). Este uso de una única lente convexa se conoce como microscopio simple, en el que se incluye la lupa, entre otros aparatos ópticos. Partes del microscopio óptico y sus funciones [editar]
· Ocular: lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
· Objetivo: lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
· Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
· Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
· Foco: dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
· Lente ocular: Capta y amplia la imagen formada en los objetivos.
· Tubo: es una càmara oscura unida al brazo mediante una cremallera.
· Revólver: Es un sistema que coge los objetivos, y que rota para utilizar un objetivo u otro.
· Tornillos macro y micrométrico: Son tornillos de enfoque, mueven la platina hacia arriba y hacia abajo. El macrométrico lo hace de forma rápida y el micrométrico de forma lenta. Llevan incorporado un mando de bloqueo que fija la platina a una determinada altura.
· Platina: Es una plataforma horizontal con un orificio central, sobre el que se coloca la preparación, que permite el paso de los rayos procedentes de la fuente de iluminación situada por debajo. Dos pinzas sirven para retener el portaobjetos sobre la platina y un sistema de cremallera guiado por dos tornillos de desplazamiento permite mover la preparación de delante hacia atrás o de izquierda a derecha y viceversa. En la parte posterior de uno de los laterales se encuentra un nonius que permite fijar las coordenadas de cualquier campo óptico; de esta forma se puede acudir a el cuando interesa.
Sistema de iluminación
La fuente de luz 1, con la ayuda de una lente (o sistema) 2, llamada colector, se representa en el plano del diafragma iris de abertura 5 del condensador 6. Este diagrama se instala en el plano focal anterior del condensador 6 y puede variar su abertura numérica. El diagrama iris 3 dispuesto junto al colector 2 es el diafragma de campo. La variación del diámetro del diafragma de campo permite obtener su imagen igual al campo visual lineal del microscopio. La abertura numérica del condensador 6 supera, generalmente la de la abertura del objetivo microscópico.
Sistema de Iluminación
MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO
El microscopio compuesto
Un microscopio compuesto es un microscopio óptico que tiene más de un lente. Los microscopios compuestos se utilizan especialmente para examinar objetos transparentes, o cortados en láminas tan finas que se transparentan. Se emplea para aumentar o ampliar las imágenes de objetos y organismos no visibles a simple vista. El microscopio óptico común está conformado por tres sistemas:
· El sistema mecánico está constituido por una serie de piezas en las que van instaladas las lentes, que permiten el movimiento para el enfoque.
· El sistema óptico comprende un conjunto de lentes, dispuestas de tal manera que producen el aumento de las imágenes que se observan a través de ellas.
El sistema de iluminación comprende las partes del microscopio que reflejan, transmiten y regulan la cantidad de luz necesaria para efectuar la observación a través del microscopio.
La parte mecánica del microscopio
La parte mecánica del microscopio comprende el pie, el tubo, el revólver, el asa, la platina, el carro, el tornillo macrométrico y el tornillo micrométrico. Estos elementos sostienen la parte óptica y de iluminación; además, permiten los desplazamientos necesarios para el enfoque del objeto.
· El pie. Constituye la base sobre la que se apoya el microscopio y tiene por lo general forma de Y o bien es rectangular.
· El tubo. Tiene forma cilíndrica y está ennegrecido internamente para evitar las molestias que ocasionan los reflejos de la luz. En su extremidad superior se colocan los oculares.
· El revólver. Es una pieza giratoria provista de orificios en los que se enroscan los objetivos. Al girar el revólver, los objetivos pasan por el eje del tubo y se colocan en posición de trabajo, lo que se nota por el ruido de un piñón que lo fija.
· La columna, llamada también asa o brazo, es una pieza colocada en la parte posterior del aparato. Sostiene el tubo en su porción superior y por el extremo inferior se adapta al pie.
· La platina. Es una pieza metálica plana en la que se coloca la preparación u objeto que se va a observar. Presenta un orificio, en el eje óptico del tubo, que permite el paso de los rayos luminosos a la preparación. La platina puede ser fija, en cuyo caso permanece inmóvil; en otros casos puede ser giratoria; es decir, mediante tornillos laterales puede centrarse o producir movimientos circulares.
· Carro. Es un dispositivo, colocado sobre la platina, que permite deslizar la preparación con movimiento ortogonal de adelante hacia atrás y de derecha a izquierda.
· El tornillo macrométrico. Girando este tornillo, asciende o desciende el tubo del microscopio, deslizándose en sentido vertical gracias a una cremallera. Estos movimientos largos permiten el enfoque rápido de la preparación.
· El tornillo micrométrico. Mediante el movimiento casi imperceptible que produce al deslizar el tubo o la platina, se logra el enfoque exacto y nítido de la preparación. Lleva acoplado un tambor graduado en divisiones de 0,001 mm., que se utiliza para precisar sus movimientos y puede medir el espesor de los objetos.
Sistema óptico
El sistema óptico es el encargado de reproducir y aumentar las imágenes mediante el conjunto de lentes que lo componen. Está formado por los oculares y los objetivos. El objetivo proyecta una imagen de la muestra que el ocular luego amplía.
Los oculares:
· están constituidos generalmente por dos lentes, dispuestas sobre un tubo corto. Los oculares más generalmente utilizados son los de: 8X, 10X, 12,5X, 15X. La X se utiliza para expresar en forma abreviada los aumentos.
Los objetivos:
· se disponen en una pieza giratoria denominada revólver y producen el aumento de las imágenes de los objetos y organismos, y, por tanto, se hallan cerca de la preparación que se examina. Los objetivos utilizados corrientemente son de dos tipos: objetivos secos y objetivos de inmersión
Los objetivos secos
o Se utilizan sin necesidad de colocar sustancia alguna entre ellos y la preparación. En la cara externa llevan una serie de índices que indican el aumento que producen, la abertura numérica y otros datos. Así, por ejemplo, si un objetivo tiene estos datos: plan 40/0,65 y 160/0,17, significa que el objetivo es planacromático, su aumento 40 y su abertura numérica 0,65, calculada para una longitud de tubo de 160 mm. El número de objetivos varía con el tipo de microscopio y el uso a que se destina. Los aumentos de los objetivos secos más frecuentemente utilizados son: 6X, 10X, 20X, 45X y 60X.
El objetivo de inmersión
o Está compuesto por un complicado sistema de lentes. Para observar a través de este objetivo es necesario colocar una gota de aceite de cedro entre el objetivo y la preparación, de manera que la lente frontal entre en contacto con el aceite de cedro. Generalmente, estos objetivos son de 100X y se distingue por uno o dos círculos o anillos de color negro que rodea su extremo inferior.
o
Sistema de iluminación
Este sistema tiene como finalidad dirigir la luz natural o artificial de tal manera que ilumine la preparación u objeto que se va a observar en el microscopio de la manera adecuada. Comprende los siguientes elementos:
Fuente de iluminación
Se trata generalmente de una lámpara incandescente de tungsteno sobrevoltada. Por delante de ella se sitúa un condensador (una lente convergente) e, idealmente, un diafragma de campo, que permite controlar el diámetro de la parte de la preparación que queda iluminada, para evitar que exceda el campo de observación produciendo luces parásitas.
El espejo
necesario si la fuente de iluminación no está construida dentro del microscopio y ya alineada con el sistema óptico, como suele ocurrir en los microscopios modernos. Suele tener dos caras: una cóncava y otra plana. Goza de movimientos en todas las direcciones. La cara cóncava se emplea de preferencia con iluminación artificial, y la plana, para iluminación natural (luz solar).
Condensador
El condensador está formado por un sistema de lentes, cuya finalidad es concentrar luminosos los rayos sobre el plano de la preparación, formando un cono de luz con el mismo ángulo que el del campo del objetivo. El condensador se sitúa debajo de la platina y su lente superior es generalmente planoconvexa, quedando la cara superior plana en contacto con la preparación cuando se usan objetivos de gran abertura (los de mayor ampliación); existen condensadores de inmersión, que piden que se llene con aceite el espacio entre esa lente superior y la preparación. La abertura numérica máxima del condensador debe ser al menos igual que la del objetivo empleado, o no se logrará aprovechar todo su poder separador. El condensador puede deslizarse verticalmente sobre un sistema de cremallera mediante un tornillo, bajándose para su uso con objetivos de poca potencia.
Diafragma
El condensador está provisto de un diafragma-iris, que regula su abertura para ajustarla a la del objetivo. Puede emplearse, de manera irregular, para aumentar el contraste, lo que se hace cerrándolo más de lo que conviene si se quiere aprovechar la resolución del sistema óptico
· .
· ,
· r.
Trayectoria del rayo de luz a través del microscopio
El haz luminoso procedente de la lámpara pasa directamente a través del diafragma al condensador. Gracias al sistema de lentes que posee el condensador, la luz es concentrada sobre la preparación a observar. El haz de luz penetra en el objetivo y sigue por el tubo hasta llegar al ocular, donde es captado por el ojo del observador
Propiedades del microscopio
Poder separador
También llamado a veces poder de resolución, es una cualidad del microscopio, y se define como la distancia mínima entre dos puntos próximos que pueden verse separados. El ojo normal no puede ver separados dos puntos cuando su distancia es menor a una décima de milímetro. En el microscopio viene limitado por la longitud de onda de la radiación empleada; en el microscopio óptico, el poder separador máximo conseguido es de 0,2 décimas de micrómetro (la mitad de la longitud de onda de la luz azul), y en el microscopio electrónico, el poder separador llega hasta 10 Å.
Poder de definición
Se refiere a la nitidez de las imágenes obtenidas, sobre todo respecto a sus contornos. Esta propiedad depende de la calidad y de la corrección de las aberraciones de las lentes utilizadas
Ampliación del microscopio
En términos generales se define como la relación entre el diámetro aparente de la imagen y el diámetro o longitud del objeto. Esto quiere decir que si el microscopio aumenta 100 diámetros un objeto, la imagen que estamos viendo es 100 veces mayor linealmente que el tamaño real del objeto (la superficie de la imagen será 1002, es decir 10.000 veces mayor). Para calcular el aumento que está proporcionando un microscopio, basta multiplicar los aumentos respectivos debidos al objetivo y el ocular empleados. Por ejemplo, si estamos utilizando un objetivo de 45X y un ocular de 10X, la ampliación con que estamos viendo la muestra será: 45X x 10X = 450X, lo cual quiere decir que la imagen del objeto está ampliada 450 veces, también expresado como 450 diámetros.
Campo del microscopio
Se denomina campo del microscopio al círculo visible que se observa a través del microscopio. También podemos definirlo como la porción del plano visible observado a través del microscopio. Si el aumento es mayor, el campo disminuye, lo cual quiere decir que el campo es inversamente proporcional al aumento del microscopio. Para medir el diámetro del campo del microscopio con cualquiera de los objetivos se utiliza el micrómetro, al que se hará referencia en el siguiente punto.
Mantenimiento del microscopio
El microscopio debe estar protegido del polvo, humedad y otros agentes que pudieran dañarlo. Mientras no esté en uso debe guardarse en un estuche o gabinete, o bien cubrirlo con una bolsa plástica o campana de vidrio.
Las partes mecánicas
Deben limpiarse con un paño suave; en algunos casos, éste se puede humedecer con xilol para disolver ciertas manchas de grasa, aceite de cedro, parafina, etc. Que hayan caído sobre las citadas partes.
La limpieza de las partes ópticas requiere precauciones especiales
Para ello debe emplearse papel "limpiante" que expiden las casas distribuidoras de material de laboratorio. Nunca deben tocarse las lentes del ocular, objetivo y condensador con los dedos; las huellas digitales perjudican la visibilidad, y cuando se secan resulta trabajoso eliminarlas.
Para una buena limpieza de las lentes
Puede humedecerse el papel "limpiante" con éter y luego pasarlo por la superficie cuantas veces sea necesario. El aceite de cedro que queda sobre la lente frontal del objetivo de inmersión debe quitarse inmediatamente después de finalizada la observación. Para ello se puede pasar el papel "limpialentes" impregnado con una gota de xilol. Para guardarlo se acostumbra colocar el objetivo de menor aumento sobre la platina y bajado hasta el tope; el condensador debe estar en su posición más baja, para evitar que tropiece con alguno de los objetivos. Guárdese en lugares secos, para evitar que la humedad favorezca la formación de hongos. Ciertos ácidos y otras sustancias químicas que producen emanaciones fuertes, deben mantenerse alejados del microscopio.
.
Conclusiones
El Microscopio es: cualquiera de los distintos tipos de instrumentos que se utilizan para obtener una imagen aumentada de objetos minúsculos o detalles muy pequeños de los mismos. El microscopio simple o lente de aumento es el más sencillo de todos y consiste en realidad en una lupa que agranda la imagen del objeto observado. Las evidentes limitaciones de este sistema, conocido desde la antigüedad, y el desarrollo de la óptica y de la construcción de lentes hizo que surgieran en el siglo XVII los microscopios compuestos, diestramente utilizados por el holandés Antonie van Leewenhock en el estudio de la microfauna de los estanques y charlas. Estas observaciones, unidas a las de Robert Hooke, establecieron la microscopia como poderosa herramienta científica.
Normas generales de uso del laboratorio
Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales que deben ser observadas con toda escrupulosidad.
1. Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente apenas se conozcan.
2. El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado.
3. Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.
4. Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.
5. No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor.
6. No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos.
7. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus mecanismos.
8. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. Si se manejan mecheros de gas se debe tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.
9. Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse con cuidado para evitar que salpiquen el cuerpo o los vestidos. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared.
10. Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe echar agua sobre ellos; siempre al contrario: ácido sobre agua.
11. Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se inclinará de forma que la etiqueta quede en la parte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta y no se pueda identificar el contenido del frasco.
12. No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla o artilugio que se disponga en el Centro.
13. Las pipetas se cogerán de forma que sea el dedo índice el que tape su extremo superior para regular la caída de líquido.
14. Al enrasar un líquido con una determinada división de escala graduada debe evitarse el error de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase sea horizontal.
15. Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contienen líquidos debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido y, cuando se observe que se inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o hacia otra persona.
16. Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas.
17. Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que se engrasen.
Suscribirse a:
Entradas (Atom)
